P388小鼠白血病细胞

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P388小鼠白血病细胞源自 DBA/2 小鼠，悬浮生长，致瘤性强且生长可预测，是白血病模型构建、抗肿瘤药物筛选及hua疗机制研究的经典工具。

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更新时间：2025-10-28

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P388小鼠白血病细胞

P388小鼠白血病细胞源自 DBA/2 小鼠的自发性淋巴细胞白血病，是血液系统肿瘤研究的经典细胞模型。其具备稳定的悬浮生长特性、强致瘤性及快速增殖能力，可模拟体内白血病细胞的增殖、浸润与转移过程，同时对多种抗肿瘤药物敏感，广泛应用于白血病模型构建、药物筛选、肿瘤机制研究及耐药性分析。

一、核心生物学特性

（一）来源与细胞本质

P388 细胞于 1955 年从 DBA/2 小鼠的外周血白血病组织中分离建立，属于 T 淋巴细胞来源的恶性肿瘤细胞系，保留淋巴细胞的部分形态特征，同时具备恶性肿瘤细胞的无限增殖能力。该细胞核型稳定（以二倍体为主，少数为亚二倍体），致瘤性ji强 —— 仅需接种少量细胞（1×10³-1×10⁴个）至同源 DBA/2 小鼠或免疫缺陷小鼠体内，即可在 7-10 天内引发全身性白血病，表现为外周血白细胞异常升高、脾脏与淋巴结肿大，为白血病研究提供标准化模型。

（二）形态与增殖特征

体外培养时呈典型悬浮生长状态，细胞形态为圆形或椭圆形，大小均一（直径 8-12μm），无贴壁能力（少数细胞因培养条件波动短暂聚集，但无贴壁增殖活性）；胞质少而透明，含少量细小颗粒，无明显嗜碱性或嗜酸性特征；细胞核大而圆，占细胞体积的 2/3 以上，核仁清晰（1-2 个），染色质呈疏松网状，分裂象频繁（符合快速增殖的恶性肿瘤特征）。

增殖能力强劲，倍增时间仅 12-18 小时，传代 60 代以内可维持稳定增殖活性；细胞密度维持在 5×10⁵-2×10⁶ cells/mL 时增殖状态最佳，密度过高（>3×10⁶ cells/mL）易因营养缺乏与代谢废物积累引发凋亡，密度过低（<1×10⁵ cells/mL）会导致增殖速率下降，需通过定期传代调整密度以维持活性。

（三）分子表型与功能特征

P388 细胞的分子与功能特性高度适配白血病研究需求：

免疫表型明确：表面表达 T 淋巴细胞标志物（如 CD3、CD4、CD8），同时表达白血病相关抗原（如 CD44、CD117），其中 CD4⁺CD8⁺双阳性表型占比达 70%-80%，模拟急性 T 淋巴细胞白血病的免疫特征，可用于白血病细胞分型与靶向治疗研究；

药物敏感性稳定：对多种抗肿瘤药物（如长春新碱）敏感，药物处理后细胞凋亡率与药物浓度呈明显剂量依赖性，IC₅₀值稳定，是药物筛选与耐药机制研究的理想模型；

转移潜能显著：体外培养状态下可通过趋化因子诱导发生定向迁移，体内接种后可快速浸润骨髓、脾脏、肝脏等造血与免疫器官（接种后 5-7 天即可检测到骨髓内白血病细胞浸润），转移率达 90% 以上，可用于白血病细胞浸润与转移机制研究。

二、体外培养与操作流程

（一）基础培养体系配置

P388 细胞对培养条件要求温和，常规采用悬浮细胞培养方案：

培养基选择：优先使用RPMI-1640 培养基（含 25mM HEPES 缓冲液、1mM 丙酮酸钠），该培养基可满足细胞快速增殖的代谢需求，缺失丙酮酸钠会影响细胞能量供应；

血清添加：需添加 10%-12% 胎牛血清（无需严格筛选批次，白蛋白含量≥30g/L 即可），同时加入 1% 抗菌试剂预防细菌污染；若需诱导细胞分化或研究耐药性，可额外添加 50μM β- 巯基乙醇（调节细胞内氧化还原平衡）；

培养环境：温度控制在 37℃±0.5℃，CO₂浓度维持 5%±0.2%，湿度保持 95%±2%，pH 稳定在 7.2-7.4，渗透压 280-320mOsm/kg；使用带螺旋盖的培养瓶（或透气盖），培养时将瓶盖拧松 1/4 圈，确保气体充分交换，避免细胞缺氧导致凋亡。

（二）传代与密度控制

传代时机：当细胞密度达 1.5×10⁶-2×10⁶ cells/mL 时需及时传代（通常每 12-24 小时一次），避免密度过高引发凋亡；传代比例根据实验需求调整 —— 常规培养按 1:4-1:8 稀释（如取 2mL 细胞悬液加入 6-14mL 新鲜培养基），大规模扩增时按 1:2-1:3 稀释以快速获得大量细胞。

传代步骤：

轻轻摇晃培养瓶 5-8 次，使悬浮细胞均匀分布（避免细胞沉淀导致取样不均，影响传代后增殖一致性）；

取定量细胞悬液加入新鲜培养基，用移液器缓慢吹打 2-3 次（避免产生大量气泡，气泡会破坏细胞膜完整性）；

将稀释后的细胞悬液转移至新培养瓶，直接放入培养箱继续培养；无需消化处理（悬浮细胞无需解离，简化操作流程）。

密度监测：每日通过细胞计数板计数细胞密度，同时用台盼蓝染色检测细胞活力（活力需维持在 90% 以上，低于 80% 需更换早期传代细胞）；若发现细胞出现聚集现象（如形成直径 > 50μm 的细胞团），需轻轻吹打分散，避免聚集导致局部缺氧。

（三）冻存与复苏要点

冻存准备：选择对数生长期、活力≥95% 的细胞，确保复苏后活性；冻存液按 “10% DMSO+20% 胎牛血清 + 70% RPMI-1640 培养基" 配制，全程在冰浴中操作，DMSO 缓慢滴加并不断轻柔混匀，防止温度骤降损伤细胞。

冻存流程：离心收集细胞（1000×g，5 分钟），弃上清后用预冷冻存液重悬细胞，调整浓度为 5×10⁶-1×10⁷ cells/mL，分装至冻存管；采用程序降温法：4℃放置 30 分钟→-20℃放置 1 小时→-80℃放置 12 小时→转入液氮长期保存（液氮温度需稳定在 - 196℃以下）。

复苏操作：从液氮取出冻存管后，立即放入 37℃水浴快速解冻（30-60 秒内融化，避免 DMSO 长时间接触细胞产生毒性）；将细胞悬液缓慢加入 10 倍体积预热的新鲜培养基，轻轻混匀后离心（1000×g，5 分钟）去除 DMSO；用新鲜培养基重悬细胞，接种至培养瓶，放入培养箱培养。

复苏后观察：复苏 12 小时内细胞活力约 70%-80%，可见少量细胞碎片（无需处理）；24 小时后细胞可恢复正常增殖速率，活力提升至 90% 以上；若碎片比例超过 20%，需离心更换培养基并补充 1% 额外血清，促进细胞恢复。

三、主要研究应用场景

（一）白血病模型构建

P388 细胞是构建小鼠白血病模型的常用工具，可根据研究需求构建不同类型模型：

系统性白血病模型（适用于全身治疗研究）：

细胞准备：将对数生长期的 P388 细胞用 PBS 调整浓度为 1×10⁵ cells/mL；

接种操作：取 6-8 周龄 DBA/2 小鼠（同源背景，避免免疫排斥）或裸鼠，通过尾静脉注射 0.2mL 细胞悬液（含 2×10⁴个细胞）；

模型特征：接种后 7-10 天小鼠出现精神萎靡、体重下降、脾脏肿大等症状，外周血白细胞计数达 1×10⁷ cells/μL 以上，骨髓涂片可见 80% 以上白血病细胞，可用于白血病发病机制与全身治疗研究。

皮下移植瘤模型（操作简便，适用于药物筛选）：

细胞准备：细胞浓度调整为 5×10⁶ cells/mL，与基质胶按 1:1 比例混合（增强细胞贴壁与增殖能力）；

接种操作：小鼠背部皮下注射 0.2mL 细胞 - 基质胶混合物（含 1×10⁶个细胞）；

模型监测：接种后 3-5 天形成可触及的肿瘤结节，每隔 2 天测量肿瘤体积（体积 = 长 × 宽 ²/2），14-21 天肿瘤体积达 1-2cm³，可用于局部药物治疗效果评估。

骨髓浸润模型（研究白血病骨髓侵犯机制）：

细胞准备：细胞浓度调整为 2×10⁵ cells/mL；

接种操作：通过骨髓腔内注射 0.1mL 细胞悬液（含 2×10⁴个细胞）；

模型验证：接种后 5-7 天解剖小鼠，取骨髓组织制作涂片，通过吉姆萨染色计数白血病细胞浸润比例（通常达 60% 以上），评估骨髓微环境对白血病细胞的影响。

（二）抗肿瘤药物筛选与评估

P388 模型是白血病药物体外与体内筛选的核心平台：

体外药物筛选：将不同浓度的候选药物（如靶向药物、中药提取物、小分子化合物）与 P388 细胞共培养，通过 MTT 法、CCK-8 法或流式细胞术检测细胞增殖抑制率与凋亡率，计算 IC₅₀值，初步筛选具有抗白血病活性的药物；对筛选出的药物，进一步通过 Western blot 检测凋亡相关蛋白（如 Caspase-3、Bax、Bcl-2）表达变化，明确药物作用机制。

体内药物评估：在 P388 系统性白血病模型中，将候选药物通过腹腔注射、口服或静脉注射方式给予荷瘤小鼠，设置对照组（生理盐水或溶剂），通过监测小鼠存活时间、体重变化、外周血白细胞计数及骨髓白血病细胞浸润比例，评估药物的体内抗白血病效果与毒性；同时检测药物对小鼠免疫功能的影响（如脾脏 T 细胞亚群比例、NK 细胞活性），为药物安全性评估提供依据。

耐药模型构建：通过逐步提高药物浓度（如从 0.1μM 逐步提升至 1μM）诱导 P388 细胞产生耐药性，建立 P388 耐药细胞株；对比亲本株与耐药株的基因表达差异（如 ABC 转运蛋白家族基因、凋亡相关基因），研究耐药机制，同时筛选可逆转耐药的药物组合。

（三）白血病机制研究

依托其生物学特性，P388 细胞广泛用于白血病细胞增殖、浸润与转移机制研究：

增殖信号通路研究：通过基因编辑技术（如 CRISPR/Cas9）敲除或过表达 P388 细胞中的增殖相关基因（如 MYC、STAT3、PI3K），观察细胞增殖速率、克隆形成能力变化，结合免疫印迹与免疫荧光技术，解析白血病细胞异常增殖的信号通路；同时通过药物抑制关键通路蛋白活性，验证通路对细胞增殖的调控作用。

浸润与转移机制研究：将 P388 细胞与骨髓基质细胞共培养，观察细胞黏附能力变化；通过 Transwell 实验检测细胞对趋化因子（如 SDF-1α）的迁移能力，研究黏附分子（如 VLA-4、CXCR4）在白血病细胞浸润中的作用；构建裸鼠转移模型，通过活体成像技术追踪白血病细胞在体内的转移路径，明确转移相关基因（如 MMP-9、Twist）的功能。

免疫逃逸机制研究：检测 P388 细胞表面 PD-L1、CTLA-4 等免疫检查点分子的表达水平，通过共培养实验观察其对 T 细胞增殖与细胞毒性的影响；构建荷瘤小鼠模型，注射免疫检查点抑制剂，评估其对白血病细胞清除的效果，研究白血病细胞通过免疫检查点分子实现免疫逃逸的机制。

（四）造血微环境研究

P388 细胞可用于白血病与造血微环境相互作用的研究：

微环境对白血病细胞的影响：将 P388 细胞与骨髓间充质干细胞（BMSC）共培养，检测共培养后白血病细胞的增殖速率、药物敏感性变化；通过 qPCR 检测 BMSC 分泌的细胞因子（如 IL-6、TNF-α、VEGF）表达变化，明确微环境因子对白血病细胞的调控作用；同时研究白血病细胞对 BMSC 分化能力的影响，解析白血病导致造血功能异常的机制。

靶向微环境的治疗研究：筛选可调节造血微环境的药物（如抑制 VEGF、IL-6 的小分子化合物），在 P388 白血病模型中评估药物对微环境的改善效果及对白血病细胞的抑制作用；通过免疫组化检测骨髓组织中血管新生、纤维化程度变化，验证药物对微环境的调控作用，为白血病联合治疗提供新策略。

四、实验应用注意事项

细胞悬浮与聚集控制：P388 细胞为纯悬浮生长，正常培养状态下呈单个分散状态，若出现大量聚集（细胞团直径 > 50μm），可能是由于培养温度波动、血清质量下降或细胞污染导致；需及时调整培养条件，更换新鲜血清，或通过轻轻吹打分散细胞团，避免聚集导致局部缺氧与凋亡。

模型背景与免疫状态：构建体内模型时，优先选择同源 DBA/2 小鼠（H-2d 基因型），避免因 MHC 不合引发的移植排斥；若使用免疫缺陷小鼠（如裸鼠、NOD/SCID 小鼠），需在 SPF 级无菌环境中饲养，避免小鼠因免疫缺陷感染病原体；开展免疫相关实验时，小鼠年龄需一致（6-8 周龄），确保免疫功能稳定，减少实验误差。

污染防控与细胞纯度：体外培养时易受细菌、真菌及支原体污染，需每传代 3-5 次通过 PCR 法检测支原体；若发现培养基浑浊、出现白色絮状物或异常颜色（如黄色、棕色），需立即丢弃污染细胞，对培养箱用含氯消毒剂擦拭并紫外线照射 30 分钟，对移液器、培养瓶等耗材进行灭菌处理；严禁与其他悬浮细胞（如淋巴细胞、骨髓瘤细胞）共用培养试剂，确保细胞纯度。

细胞传代与保种策略：长期传代（超过 50 代）可能导致细胞表型改变（如免疫标志物表达变化、药物敏感性下降），需每 10 代冻存一次细胞，冻存时选择对数生长期细胞并标注代次、冻存日期与操作人员；每次实验前需通过流式细胞术验证细胞的免疫表型（如 CD3、CD4、CD8 阳性率），通过药物敏感性实验验证 IC₅₀值，确保细胞表型与功能稳定。

上一个：A508Quidel C3-dpl