HIC人小肠癌细胞源自人体小肠癌组织，贴壁生长，具癌细胞恶性增殖、侵袭特性，用于小肠癌发病机制研究、抗癌药物筛选及肿liu治疗策略探索。

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更新时间：2025-11-12

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HIC人小肠癌细胞

一、细胞基本生物学特性

HIC人小肠癌细胞源自人体小肠腺癌组织（多为空肠或回肠中段的原发性腺癌），经原代分离纯化建立，属恶性上皮源性肿瘤细胞系，保留小肠癌细胞的核心形态与恶性生物学特征，具有无限增殖能力（可稳定传代 50 代以上），是研究小肠癌发病机制、肿瘤侵袭转移及抗癌药物筛选的关键体外模型。其在模拟小肠癌的恶性增殖、上皮 - 间质转化（EMT）及对治疗药物的响应方面表现稳定，广泛应用于肿瘤学、药理学及转化医学领域。

形态上，该细胞呈典型小肠腺癌细胞形态：贴壁生长时呈不规则梭形或多边形，细胞排列松散无极性（区别于正常肠上皮的紧密单层排列），胞体直径 15-22μm；胞质不均匀，HE 染色呈嗜碱性或嗜双色性，部分细胞可见胞质空泡（提示黏液分泌功能，部分小肠癌细胞保留一定上皮分泌特性），细胞间连接结构不完整（紧密连接、黏附连接表达缺失或紊乱，光学显微镜下细胞边界模糊）；细胞核大而畸形，呈多形性（圆形、椭圆形或不规则形），核仁 2-4 个（大小不一，染色深），染色质呈粗块状或条索状（分布不均，核染色质增粗浓聚），核分裂象多见（正常培养条件下分裂象比例约 8%-15%，可见异常分裂象如多极分裂、染色质桥），部分细胞可见多核或巨核。体外培养时，细胞形态随恶性程度变化：经 EMT 诱导剂处理后，细胞呈长梭形间质样形态，迁移能力显著增强；对治疗药物耐药后，细胞体积增大，核质比升高，恶性特征更明显，精准模拟临床小肠癌的病理形态学改变。

功能特性方面，HIC 细胞具备小肠癌细胞的核心恶性功能，与正常肠上皮细胞差异显著。一是恶性增殖能力：细胞周期短（倍增时间约 24-36 小时，显著快于正常肠上皮细胞），增殖不依赖外源性生长因子（自身可分泌 EGF、FGF 等促增殖因子，构建自分泌增殖回路）；平板克隆形成实验中，克隆形成率≥40%（正常肠上皮细胞克隆形成率 < 5%），软琼脂集落形成实验中可形成悬浮生长的细胞集落（提示锚定非依赖性生长能力，是恶性肿瘤细胞的典型特征）；细胞周期分析显示，S 期细胞比例达 30%-40%（正常肠上皮细胞 S 期比例约 15%-20%），增殖指数显著升高，wan美复刻小肠癌的恶性增殖特性。二是侵袭与转移潜能：具有较强的体外侵袭能力，Transwell 侵袭实验中 24 小时穿膜细胞数≥150 个 / 视野（正常肠上皮细胞几乎无穿膜能力）；划痕愈合实验中 24 小时愈合率达 60%-70%（正常肠上皮细胞愈合率 < 30%），提示较强的迁移能力；高表达 EMT 相关标志物（如 N - 钙黏蛋白、波形蛋白 Vimentin、Snail 转录因子），低表达上皮标志物（E - 钙黏蛋白表达缺失或显著下调），EMT 过程活跃（促进肿瘤细胞突破基底膜，开启侵袭转移进程）；部分细胞可分泌基质金属蛋白酶（MMP-2、MMP-9），降解细胞外基质，为肿瘤侵袭提供条件，是研究小肠癌转移机制的理想模型。三是药物敏感性与耐药性：对常用抗癌药物（如伊立替康等）具有一定敏感性，药物处理后可出现凋亡特征（细胞皱缩、染色质凝聚、凋亡小体形成），但易产生获得性耐药（长期低剂量药物处理后，耐药指数升高 3-5 倍）；耐药细胞高表达 ABC 转运蛋白（如 P-gp、ABCG2，介导药物外排），同时伴随抗凋亡蛋白（Bcl-2、Survivin）表达升高，凋亡通路（Caspase-3、Caspase-9）激活受抑，模拟临床小肠癌的药物治疗响应与耐药过程。

分子表型上，该细胞高表达小肠癌细胞特异性标志物：细胞角蛋白 19（CK19，胞质阳性，阳性率≥90%，小肠腺癌的典型上皮标志物，区别于正常小肠上皮的 CK20 高表达）、癌胚抗原（CEA，细胞膜或胞质阳性，阳性率≥75%，小肠癌的重要肿瘤标志物）、糖类抗原 19-9（CA19-9，细胞膜阳性，阳性率≥60%，临床小肠癌诊断常用标志物），其中 CK19⁺CEA⁺双阳性是其小肠腺癌细胞身份的核心鉴定依据；同时表达恶性相关分子（N - 钙黏蛋白阳性率≥65%、MMP-9 阳性率≥55%、P-gp 阳性率≥40%）；细胞内信号通路异常激活：PI3K/Akt/mTOR 通路（持续激活，调控恶性增殖与抗凋亡）、MAPK/ERK 通路（过度激活，促进细胞周期进展与侵袭）、Wnt/β-catenin 通路（异常激活，驱动 EMT 与肿瘤干细胞特性维持）；核型异常（呈现非整倍体，可见染色体缺失、易位或扩增，如染色体 13q 缺失、18q 扩增，与临床小肠癌遗传学改变一致），具有致瘤性（裸鼠皮下接种后 2-4 周可形成实体瘤，成瘤率 100%，肿瘤组织病理形态与原发小肠癌一致），确保实验的临床相关性与可靠性。

二、体外培养关键条件

HIC 细胞培养需重点维持其恶性生物学特性（如增殖能力、侵袭潜能），避免培养条件不当导致恶性特征丢失。

培养基选择：优先使用 RPMI-1640 培养基，添加 10% 胎牛血清（FBS，低内毒素≤5 EU/mL，选择未热灭活血清以保留促增殖因子，维持恶性增殖能力）、1% 非必需氨基酸（NEAA）、100 U/mL 双抗；培养基 pH 值控制在 7.2-7.4，渗透压 280-300 mOsm/kg（渗透压异常会导致细胞增殖率下降 40% 以上）。开展侵袭实验时，用含 2% FBS 的培养基饥饿 12 小时（减少血清对细胞迁移的干扰）；药物敏感性实验可使用含 5% FBS 的培养基（平衡细胞增殖与药物响应）。

培养环境参数：温度稳定维持在 37℃±0.5℃，CO₂浓度 5%±0.3%，相对湿度≥95%；温度波动超过 ±1℃会导致细胞克隆形成率下降 50%；CO₂浓度低于 4% 会导致细胞凋亡率升高；高于 6% 则导致细胞形态畸变（梭形细胞比例增加，影响 EMT 相关实验），需通过培养箱实时监控调整；模拟肿瘤微环境缺氧状态时（如实体瘤内部缺氧），可将氧气浓度降至 1%-5%，诱导 HIF-1α 表达，用于研究缺氧对小肠癌侵袭转移的影响。

传代操作要点：细胞融合度达 70%-80% 时及时传代（避免过度融合导致细胞接触抑制，影响增殖活性）；操作步骤：用无菌 PBS 清洗 2 次（无需轻柔，肿瘤细胞贴壁较牢固），加入含 EDTA 的细胞消化液（常规消化，无需温和处理，肿瘤细胞抗消化能力强），37℃孵育 5-8 分钟（镜下见细胞变圆、脱落时终止消化），加入含血清的培养基中和，吹打至单细胞悬液（可适度用力吹打，肿瘤细胞韧性较强），按 1:3-1:5 比例接种至普通培养皿（无需包被基质，肿瘤细胞可自主黏附生长，贴壁率≥90%）；传代次数无严格限制，建议每 20 代检测一次恶性特征（如克隆形成率、侵袭能力），避免长期传代导致恶性表型漂移。

关键注意事项：细胞对血清批次敏感（不同批次血清可能导致克隆形成率波动 40%、MMP-9 表达差异 35%），建议长期使用同一批次肿瘤细胞专用血清，更换前需验证增殖速率、克隆形成率及 CK19/CEA 表达，确保与原批次差异 < 20%；培养过程中避免频繁换液（每 2-3 天换液 1 次，频繁换液会破坏细胞分泌的促增殖因子微环境）；定期检测细胞活力（台盼蓝染色活力需≥85%）与恶性指标（如每月检测一次 Transwell 侵袭能力，穿膜细胞数需≥120 个 / 视野）；操作时严格无菌（肿瘤细胞易受细菌污染，培养基可添加 0.1% 抗真菌试剂预防真菌污染）。

三、核心科研应用领域

小肠癌发病机制研究：HIC 细胞是解析小肠癌恶性进展机制的核心模型，可构建多种分子调控模型（如基因过表达、RNA 干扰或基因敲除），研究关键基因（如 KRAS、APC、p53）在小肠癌增殖、侵袭中的作用（如敲除 KRAS 后，细胞增殖率下降 50%，侵袭能力减弱 60%）；探索 EMT 调控机制（如 Snail 转录因子对 E - 钙黏蛋白、N - 钙黏蛋白表达的调控）；分析肿瘤微环境因素（如缺氧、炎症因子）对小肠癌恶性表型的影响（如缺氧诱导 HIF-1α 表达，促进 MMP-9 分泌，增强侵袭能力），为小肠癌的分子机制研究提供实验依据。

抗癌药物筛选与评价：适用于小肠癌抗癌药物的高通量筛选，如通过 MTT 法、CCK-8 法筛选天然产物、合成化合物或候选药物的抗小肠癌活性（筛选 IC₅₀<10μmol/L 的潜在活性药物）；评估药物对小肠癌细胞恶性功能的影响（如药物处理后克隆形成率、侵袭能力的变化）；研究药物作用机制（如检测药物对凋亡通路、信号通路的调控）；构建药物耐药模型（长期低剂量药物诱导，建立耐药细胞株），研究耐药机制并筛选逆转耐药的药物组合（如耐药细胞对伊立替康与 PI3K 抑制剂联用敏感），为小肠癌临床药物治疗提供数据支持。

肿瘤侵袭转移研究：可用于小肠癌侵袭转移机制的深入研究，如通过 Transwell 实验、划痕实验评估调控因子（如 MMP 抑制剂、EMT 抑制剂）对小肠癌细胞迁移、侵袭的影响；分析细胞外基质与肿瘤侵袭的互作（如胶原酶处理基质后，细胞侵袭能力的变化）；构建体内转移模型（如尾静脉注射 HIC 细胞，建立肺转移或肝转移模型），研究小肠癌的体内转移过程与器官靶向性；探索转移相关标志物（如 CircRNA、miRNA）在小肠癌转移中的作用（如 miR-21 过表达可促进 HIC 细胞肺转移，抑制 miR-21 后转移率下降 70%），为小肠癌转移的早期诊断与干预提供靶点。

小肠癌诊断标志物与靶向研究：可通过基因芯片、蛋白质组学等技术，筛选小肠癌特异性诊断标志物（如差异表达的蛋白、lncRNA），并在 HIC 细胞中验证其表达与功能（如 CEA、CA19-9 的表达水平与细胞恶性程度的相关性）；研究潜在靶向位点（如 PI3K、MMP-9、ABC 转运蛋白）的生物学功能，评估靶向药物的疗效（如 PI3K 抑制剂可抑制 HIC 细胞增殖，诱导凋亡）；构建靶向药物的动物模型（如裸鼠移植瘤模型），验证靶向药物的体内抗肿瘤效果，为小肠癌的精准诊断与靶向干预提供实验基础。

四、质量控制与使用注意事项

（一）质量控制标准

细胞活力与表型：台盼蓝染色法检测细胞活力≥85%，传代后 24 小时贴壁率≥90%；免疫荧光或流式细胞术检测 CK19⁺CEA⁺细胞比例≥85%，N - 钙黏蛋白⁺细胞比例≥60%；HE 染色可见典型小肠腺癌细胞形态（核大畸形、核分裂象多、细胞排列松散），无正常细胞污染（正常肠上皮细胞 CK20 阳性率 < 5%）。

功能验证：平板克隆形成率≥40%；Transwell 侵袭实验 24 小时穿膜细胞数≥150 个 / 视野；10μmol/L 常用抗癌药物（如伊立替康）处理 48 小时后，细胞凋亡率≥30%（Annexin V/PI 双染检测）。

遗传与安全性：染色体核型分析显示非整倍体，具有小肠癌典型的染色体异常（如 13q 缺失、18q 扩增）；STR 分型与标准 HIC 细胞图谱一致性≥95%（避免细胞交叉污染）；裸鼠皮下接种成瘤率 100%，肿瘤组织病理诊断为小肠腺癌。

污染检测：无细菌、真菌、支原体污染（PCR 法检测支原体，培养法检测细菌与真菌）；无人类免疫缺陷病毒（HIV）、乙型肝炎病毒（HBV）、丙型肝炎病毒（HCV）污染（ELISA 检测病毒抗原）；无其他肿瘤细胞系交叉污染（STR 分型验证）。

（二）使用注意事项

培养操作：长期培养需每 10 代进行一次表型与功能验证（检测 CK19/CEA 表达、克隆形成率、侵袭能力），避免细胞恶性表型漂移（如向良性上皮细胞转化，E - 钙黏蛋白表达升高）；与正常肠上皮细胞（如 HIEC-6）严格分开培养（使用独立的培养箱、试剂与耗材，防止交叉污染导致实验结果偏差）；操作时无需过度轻柔（肿瘤细胞耐受性较强，适度吹打可获得单细胞悬液，避免细胞聚团影响实验）。

实验设计：开展药物筛选实验时，需设置空白对照组（未加药物）、阳性药物对照组（如伊立替康）与溶剂对照组（排除溶剂对细胞的影响）；研究侵袭转移实验时，需设置基质胶对照组（无细胞的基质胶空白孔）与阴性对照组（正常肠上皮细胞），明确肿瘤细胞的特异性侵袭能力；体内成瘤实验需设置不同细胞浓度组（如 1×10⁶、5×10⁶个细胞 / 只裸鼠），评估细胞成瘤的剂量依赖性。

冻存复苏：冻存需选择对数生长期、恶性特征稳定的细胞（增殖活跃、克隆形成率≥45%），冻存液配方为 RPMI-1640 培养基 + 10% DMSO+20% FBS，梯度降温（4℃ 30 分钟→-20℃ 1 小时→-80℃过夜→液氮保存）；复苏时在 37℃水浴中快速融化（1-2 分钟内，避免 DMSO 长时间作用损伤细胞），加入 10 倍体积预热的新鲜培养基，1000rpm 离心 5 分钟（离心力过大会导致细胞活力下降），弃上清后用培养基重悬（调整细胞密度至 1×10⁵-5×10⁵个 /mL），接种至普通培养皿；复苏后 24 小时检测细胞活力（需≥80%），48 小时观察细胞形态（需维持典型恶性形态），72 小时检测增殖速率（需与冻存前一致），确保功能恢复后再进行实验。

安全防护：该细胞属人类恶性肿瘤细胞系，操作时需严格遵守生物安全二级防护规范（穿戴无菌手套、护目镜，在生物安全柜内进行所有操作）；废弃培养物（如细胞悬液、培养基、吸头、培养皿）需分类处理：细胞悬液与培养基需加入 0.5% 次氯酸钠溶液处理 30 分钟后，再高压灭菌（121℃ 30 分钟）；耗材需放入医疗废物专用包装袋，经高压灭菌后统一处理；细胞冻存管需标注清晰（细胞名称、冻存日期、操作人员），存放于专用液氮罐中；实验人员需定期进行健康检查，避免职业暴露（如皮肤接触细胞悬液后，立即用肥皂水清洗并消毒）。

上一个：人白介素2可溶性受体α链试剂盒