HIEC正常人肠上皮细胞源自正常人体肠组织，贴壁生长，具肠上皮特异性屏障与吸收功能，用于肠道疾病模型、药物肠道毒性评估及肠道生理机制研究。

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更新时间：2025-11-12

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HIEC正常人肠上皮细胞

一、细胞基本生物学特性

HIEC正常人肠上皮细胞源自正常人体小肠组织（多为近端小肠黏膜上皮），经原代分离纯化建立，属正常二倍体肠上皮细胞系，保留小肠上皮细胞的核心形态与生理功能，具有有限增殖能力（传代次数约 15-20 代），是研究肠道生理功能、肠道疾病发病机制及药物肠道安全性评估的理想体外模型。其在模拟肠道上皮屏障形成、营养物质吸收及对肠道刺激物的响应方面表现稳定，广泛应用于消化病学、营养学、药理学及毒理学领域。

形态上，该细胞呈典型小肠上皮细胞形态：贴壁生长时呈不规则多边形或短柱状，细胞排列紧密形成连续单层上皮，具有明确的极性（ apical 侧朝向培养基表面， basolateral 侧贴附培养皿，模拟肠道黏膜上皮的腔面与基底侧结构），胞体直径 12-18μm；胞质均匀，HE 染色呈淡嗜酸性， apical 侧富含微绒毛（电镜下可见密集排列的微绒毛，形成刷状缘，是营养吸收的关键结构），细胞间可见紧密连接、黏附连接等结构（光学显微镜下通过特殊染色可观察到细胞边界的连续线状结构）；细胞核呈圆形或椭圆形，位于细胞 basolateral 侧，核仁 1 个，染色质呈细网状，核分裂象偶见（正常培养条件下分裂象比例约 1%-2%，符合正常体细胞增殖特性）。体外培养时，细胞形态随功能状态变化：当细胞融合形成完整单层后，紧密连接成熟，可形成稳定的跨上皮电阻（TEER），模拟肠道上皮的屏障功能；经肠道致病菌（如大肠杆菌）或炎症因子处理后，细胞间隙增宽，紧密连接破坏，TEER 值下降，精准模拟体内肠道屏障损伤的病理特征。

功能特性方面，HIEC 细胞具备正常小肠上皮细胞的核心功能，与肠道研究需求高度契合。一是肠道屏障功能：可形成完整的上皮屏障结构，高表达紧密连接蛋白（如 ZO-1、occludin、claudin-1，主要分布于细胞间连接部位）、黏附连接蛋白（E - 钙黏蛋白，维持细胞间黏附与上皮完整性），融合后 TEER 值可达 300-500 Ω・cm²（反映屏障完整性的关键指标，正常肠道上皮 TEER 值相近）；能有效阻止大分子物质（如荧光su钠）从 apical 侧渗透至 basolateral 侧，模拟肠道对有害物质的阻隔作用，是研究肠道屏障损伤与修复的核心模型。二是营养物质吸收功能：表达小肠特异性转运体，如 apical 侧的葡萄糖转运体 SGLT1（介导葡萄糖主动吸收）、果糖转运体 GLUT5（介导果糖被动吸收）、氨基酸转运体 B⁰AT1（介导中性氨基酸吸收）及脂肪酸转运体 CD36（介导长链脂肪酸吸收）；可通过放射性标记或荧光标记的营养物质，检测其吸收效率（如葡萄糖吸收速率达 0.5-1 nmol/min/mg protein），wan美复刻小肠对碳水化合物、氨基酸、脂肪酸的吸收过程，适用于营养学研究与吸收障碍机制分析。三是肠道稳态与响应功能：对肠道生理信号与刺激物敏感，可分泌肠道防御相关蛋白（如黏蛋白 MUC2，维持黏液屏障；防御素 β1，增强肠道抗菌能力）；对肠道益生菌代谢产物（如短链脂肪酸）响应积极，短链脂肪酸处理后可上调紧密连接蛋白表达，增强屏障功能；对肠道致病菌（如沙门氏菌）或其毒素（如脂多糖 LPS）敏感，LPS 处理 24 小时后，炎症因子 IL-8、TNF-α 表达升高 5-8 倍，同时 TEER 值下降 40%-50%，模拟肠道感染或炎症状态下的上皮响应，为肠道炎症疾病研究提供依据。

分子表型上，该细胞高表达小肠上皮细胞特异性标志物：细胞角蛋白 20（CK20，胞质阳性，阳性率≥95%，小肠上皮细胞 lineage 标志物，区别于结肠上皮细胞的 CK19）、绒毛蛋白 villin（ apical 侧刷状缘阳性，阳性率≥90%，小肠上皮微绒毛特征性标志物）、紧密连接蛋白 ZO-1（细胞间连接阳性，阳性率≥85%），其中 CK20⁺villin⁺双阳性是其小肠上皮细胞身份的核心鉴定依据；同时表达营养转运相关分子（SGLT1 阳性率≥80%、GLUT5 阳性率≥75%）、防御相关蛋白（MUC2 阳性率≥70%）；细胞内信号通路符合肠道上皮调节机制：NF-κB 通路（炎症刺激时激活，调控炎症因子表达）、AMPK 通路（能量代谢调节，参与营养吸收调控）、Wnt/β-catenin 通路（维持上皮细胞增殖与分化平衡）；核型稳定（46,XX/XY 正常二倍体，染色体畸变率 < 1%），无致瘤性（裸鼠接种后无肿瘤形成），确保实验安全性与重复性。

二、体外培养关键条件

HIEC 正常人肠上皮细胞的培养需重点维持其肠道屏障功能、极性结构及营养吸收能力，避免培养条件不当导致功能丢失。

培养基选择：优先使用 DMEM/Ham's F-12（1:1）混合培养基，添加 10% 胎牛血清（FBS，低内毒素≤5 EU/mL，选择热灭活血清以减少补体对细胞紧密连接的损伤）、2 mmol/L L - 谷an酰胺（维持细胞代谢与增殖）、1% 非必需氨基酸（NEAA）、10 ng/mL 表皮生长因子（EGF，促进上皮细胞增殖与极性建立）、100 U/mL 双抗（抑制细菌污染）；培养基 pH 值控制在 7.2-7.4，渗透压 280-300 mOsm/kg（模拟肠道内环境渗透压，渗透压异常会影响转运体活性与屏障功能）。开展屏障功能实验时，需使用无血清培养基（避免血清成分干扰 TEER 检测）；进行营养吸收实验时，用含 2% FBS 的培养基饥饿 12 小时（减少细胞内营养储备对检测结果的影响）。

培养环境参数：温度稳定维持在 37℃±0.5℃，CO₂浓度 5%±0.3%，相对湿度≥95%；温度波动超过 ±1℃会导致细胞增殖率下降 25%-30%，紧密连接蛋白 ZO-1 表达减少 40%；CO₂浓度低于 4% 会导致培养基 pH 值升高，细胞出现肿胀、极性紊乱；高于 6% 则导致 pH 值降低，细胞皱缩、微绒毛脱落，需通过培养箱实时监控调整；模拟肠道缺氧环境时（如炎症性肠病中的肠道缺氧状态），可将氧气浓度降至 5%-10%，诱导缺氧相关基因（如 HIF-1α）表达，用于肠道缺血缺氧损伤研究。

传代操作要点：细胞融合度达 80%-90% 时进行传代（避免过度融合导致细胞接触抑制，影响后续屏障形成）；操作步骤：用无菌 PBS 轻柔清洗细胞 2 次（避免剧烈冲洗破坏细胞极性与微绒毛），加入含 EDTA 的 0.25% 消化液（温和消化，防止过度消化损伤细胞表面转运体与连接蛋白），37℃孵育 3-5 分钟（镜下观察到细胞间隙增大、边缘收缩后立即终止消化），加入含血清的培养基中和消化液，用移液器轻柔吹打至单细胞悬液（避免用力吹打导致细胞破碎），按 1:2-1:3 比例接种至预包被胶原 Ⅳ 的培养皿（胶原 Ⅳ 可促进肠上皮细胞黏附与极性建立，贴壁率≥90%）；传代次数建议不超过 18 代，避免细胞衰老导致屏障功能与转运活性下降。

关键注意事项：细胞对血清批次高度敏感（不同批次血清可能导致 TEER 值波动 35%、SGLT1 活性差异 40%），建议长期使用同一批次肠道细胞专用血清，更换批次前需验证 CK20 表达、TEER 值及葡萄糖吸收活性，确保与原批次差异 < 15%；培养过程中避免频繁换液（每 2-3 天更换 1 次培养基，频繁换液会破坏细胞分泌的黏液层，影响屏障功能）；定期检测 TEER 值（融合后每 24 小时检测 1 次，TEER 值低于 250 Ω・cm² 时需更换细胞），确保屏障功能正常；操作时严格无菌（肠道细胞易受真菌污染，超净台需定期用紫外线消毒，培养基可添加 0.1% 抗真菌试剂）。

三、核心科研应用领域

肠道屏障功能研究：HIEC 细胞是研究肠道屏障损伤与修复的核心模型，可构建多种屏障损伤模型，如 LPS 诱导的炎症性屏障损伤（模拟感染性肠炎）、高糖诱导的代谢性屏障损伤（模拟糖尿病肠道并发症）、缺血缺氧诱导的缺血性屏障损伤（模拟肠缺血再灌注损伤）；通过检测 TEER 值、紧密连接蛋白表达、大分子渗透速率，解析屏障损伤的分子机制（如 NF-κB 激活导致紧密连接降解）；评估屏障保护药物（如益生菌、谷an酰胺）的修复效果（如促进 ZO-1 重新分布，提升 TEER 值），为炎症性肠病、肠易激综合征等疾病的机制研究与治疗提供依据。

营养吸收机制研究：适用于解析小肠对碳水化合物、氨基酸、脂肪酸的吸收机制，如通过基因敲除或抑制剂实验，验证 SGLT1 在葡萄糖吸收中的关键作用（抑制 SGLT1 后葡萄糖吸收效率下降 80% 以上）；研究激素（如胰岛素、胰高血糖素）对营养转运的调节（胰岛素可上调 GLUT5 表达，增强果糖吸收）；分析肠道菌群代谢产物（如短链脂肪酸）对吸收功能的影响（短链脂肪酸可促进 B⁰AT1 表达，提升氨基酸吸收），为营养学研究、吸收障碍疾病（如乳糜泻）机制解析提供实验支持。

药物肠道安全性评估：可用于药物肠道毒性筛查与吸收特性评估，如高通量筛选口服药物的肠道黏膜毒性（通过检测 TEER 值、细胞活力、乳酸脱氢酶释放，评估药物对肠道上皮的损伤）；研究药物对肠道吸收功能的影响（如某些抗生素可能抑制 SGLT1 活性，降低葡萄糖吸收）；评估药物的肠道吸收效率（通过检测药物从 apical 侧到 basolateral 侧的渗透速率，预测口服药物的生物利用度），为药物临床前肠道安全性评价与剂型优化提供关键数据。

肠道炎症与稳态研究：可模拟肠道炎症状态，研究炎症因子（如 IL-1β、TNF-α）对肠道上皮的影响（如诱导炎症因子分泌、促进上皮细胞凋亡）；分析肠道益生菌与上皮细胞的互作（如益生菌分泌的细菌素可抑制 HIEC 细胞炎症反应，下调 IL-8 表达）；探索肠道免疫细胞（如巨噬细胞）与上皮细胞的协同作用（共培养体系中，巨噬细胞可增强上皮细胞对致病菌的防御能力），为肠道炎症疾病的免疫机制研究与益生菌应用提供模型。

四、质量控制与使用注意事项

（一）质量控制标准

细胞活力与表型：台盼蓝染色法检测细胞活力≥90%，传代后 24 小时贴壁率≥90%；流式细胞术或免疫荧光检测 CK20⁺villin⁺细胞比例≥90%，ZO-1⁺细胞比例≥85%；HE 染色可见典型小肠上皮细胞形态（极性明确、微绒毛完整、细胞间连接紧密），无杂细胞污染（成纤维细胞 Vimentin 阳性率 < 1%）。

功能验证：细胞融合后 TEER 值≥300 Ω・cm²；葡萄糖吸收活性≥0.5 nmol/min/mg protein（SGLT1 介导）；1μg/mL LPS 处理 24 小时后，IL-8 表达升高≥5 倍，TEER 值下降≥40%（验证炎症响应正常）。

遗传与安全性：染色体核型分析为 46,XX/XY 正常二倍体，畸变率 < 1%；STR 分型与标准 HIEC 细胞图谱一致性≥95%（避免细胞交叉污染）；端粒酶活性检测为阴性，裸鼠皮下接种后无肿瘤形成（排除致瘤性）。

污染检测：无细菌、真菌、支原体污染（PCR 法检测支原体，培养法检测细菌与真菌）；无人类免疫缺陷病毒（HIV）、乙型肝炎病毒（HBV）、丙型肝炎病毒（HCV）污染（ELISA 检测病毒抗原）；无其他细胞系交叉污染（STR 分型验证）。

（二）使用注意事项

培养操作：长期培养需每 5 代进行一次表型与功能验证（检测 CK20/villin 表达、TEER 值、葡萄糖吸收活性），避免细胞表型漂移（如向间质细胞转化，Vimentin 表达升高）；与肠道肿瘤细胞（如 Caco-2）分开培养（使用独立培养箱与试剂，防止交叉污染导致实验结果偏差）；操作时轻柔处理细胞，避免反复离心或剧烈吹打（防止微绒毛脱落、紧密连接破坏，影响功能检测）。

实验设计：开展屏障功能实验时，需设置空白对照组（未加处理因素）与阳性损伤组（如 LPS 处理），同时设置溶剂对照组（排除溶剂对屏障的影响）；进行营养吸收实验时，需设置转运体抑制剂对照组（如根皮苷抑制 SGLT1），验证吸收的特异性；共培养实验（如与免疫细胞共培养）需设置单种细胞对照组，区分细胞自身与细胞间互作的效应。

冻存复苏：冻存需选择对数生长期、屏障功能正常的细胞（融合度 70%、TEER 值≥350 Ω・cm²），冻存液配方为 DMEM/F12 培养基 + 10% DMSO+20% FBS+10 ng/mL EGF，梯度降温（4℃ 30 分钟→-20℃ 1 小时→-80℃过夜→液氮保存）；复苏时在 37℃水浴中快速融化（1 分钟内，避免 DMSO 长时间作用损伤细胞），加入 10 倍体积预热的新鲜培养基，1000rpm 离心 5 分钟（离心力过大会损伤细胞），弃上清后用培养基重悬（调整细胞密度至 5×10⁴个 /cm²），接种至预包被胶原 Ⅳ 的培养皿；复苏后 48 小时检测细胞活力（需≥80%），72 小时检测 TEER 值（需≥280 Ω・cm²），确保功能恢复后再进行实验。

安全防护：该细胞属人类正常组织来源细胞，操作时需严格遵守生物安全二级防护规范（穿戴无菌手套、护目镜，在生物安全柜内进行操作）；废弃培养物（如细胞悬液、培养基）需加入 0.5% 次氯酸钠溶液处理 30 分钟后，再高压灭菌（121℃ 30 分钟）；细胞冻存管解冻前需在生物安全柜外去除外包装，用 75% 乙醇擦拭消毒后再放入安全柜内操作；实验人员需定期进行健康检查，避免职业暴露风险（如皮肤接触细胞悬液后立即用肥皂水清洗）。

上一个：人β淀粉样蛋白1-40试剂盒