HKC人胚肾上皮细胞源自人胚肾组织，贴壁生长，具上皮细胞特征与正常生理功能，用于肾脏疾病模型构建、药物肾毒性评估及基因转染相关实验研究。

产品型号：

更新时间：2025-11-12

厂商性质：代理商

访问量：506

服务热线

021-34556080

立即咨询

产品分类

PRODUCT CLASSIFICATION

细胞/细菌培养试剂

血清细胞株

产品介绍

HKC人胚肾上皮细胞

一、细胞基本生物学特性

HKC人胚肾上皮细胞源自人胚胎肾脏组织，经原代分离纯化建立，属正常肾上皮细胞系，保留肾脏近端小管上皮细胞的核心形态与生理功能，具有有限增殖能力（传代次数约 20-30 代），是研究肾脏生理功能、肾脏疾病机制、药物肾毒性评估及基因工程相关实验的经典体外模型。其在模拟肾脏上皮细胞物质转运、离子交换及对损伤信号的响应方面表现稳定，广泛应用于肾脏病学、药理学、毒理学及细胞生物学领域。

形态上，该细胞呈典型上皮细胞形态：常规培养时以多边形或铺路石样为主，贴壁生长且细胞间连接紧密（形成连续的上皮细胞单层，可见紧密连接与黏附连接结构，模拟肾脏小管上皮组织形态），胞体直径 15-20μm；胞质丰富均匀，HE 染色呈淡嗜酸性，含大量线粒体与内质网（光学显微镜下可见胞质轻度颗粒感，为物质转运与代谢相关细胞器，符合近端小管上皮细胞高代谢特征）；细胞核呈圆形或椭圆形，位于细胞中央，核仁 1 个（清晰可见），染色质呈细网状（正常上皮细胞特征），核分裂象偶见（正常培养条件下分裂象比例约 1%-2%，增殖活性温和，符合正常体细胞特性）。体外培养过程中，细胞形态随功能状态变化：对数生长期细胞饱满、边界清晰；受肾损伤因子（如高糖、缺血缺氧模拟剂）处理后，细胞出现肿胀、空泡化，细胞间连接破坏，甚至脱落，模拟体内肾脏上皮细胞损伤过程，确保实验结果与肾脏生理病理过程的相关性。

功能特性方面，HKC 人胚肾上皮细胞具备三大核心肾脏上皮细胞功能，高度贴合体内肾脏生理活动。一是物质转运与离子交换功能：表达肾脏近端小管上皮细胞特异性转运体，如钠 - 葡萄糖协同转运体（SGLT1/2，可介导葡萄糖重吸收，通过荧光标记葡萄糖检测其转运活性）、钠 - 钾 - ATP 酶（Na⁺/K⁺-ATPase，维持细胞内外离子梯度，参与水盐平衡调节）；具备氨基酸与有机酸转运能力（表达中性氨基酸转运体 ASCT2），模拟肾脏对小分子营养物质的重吸收过程；受胰岛素或激素调控时，转运体活性可发生相应变化（如胰岛素可增强 SGLT2 表达，提升葡萄糖转运效率），符合肾脏生理调节机制。二是分泌与代谢功能：可分泌肾脏上皮细胞特异性蛋白，如肾损伤分子 1（KIM-1，正常状态下低表达，肾损伤后表达显著升高，是肾损伤早期诊断标志物）、中性粒细胞明胶酶相关脂质运载蛋白（NGAL，肾损伤时分泌增加）；表达药物代谢相关酶（如 CYP450 酶家族中的 CYP1A1、CYP2E1，虽活性低于肝细胞，但可参与部分药物在肾脏的代谢过程）；对肾毒性物质敏感（如 10mmol/L shun铂处理 24 小时后，细胞存活率下降 50%-60%，LDH 释放量增加 4-5 倍，同时 KIM-1 与 NGAL 表达上调，模拟药物诱导的肾损伤过程）。三是损伤修复与炎症响应：对肾脏炎症因子（如 TNF-α、IL-6）及损伤信号（如 TGF-β）敏感，10ng/mL TNF-α 处理 24 小时后，炎症相关基因（如 IL-8、ICAM-1）表达量升高 5-7 倍；受损伤信号刺激后，可激活修复相关通路（如 PI3K/Akt、ERK 通路），促进细胞增殖与迁移（划痕愈合实验中 24 小时愈合率达 30%-40%），模拟肾脏上皮细胞损伤后的自我修复机制；与肾脏间质细胞（如成纤维细胞）共培养时，可通过旁分泌信号调控间质细胞活性，参与肾脏损伤后的纤维化早期过程。

分子表型上，该细胞高表达肾脏上皮细胞特异性标志物：细胞角蛋白 18（CK18，细胞膜及胞质阳性，阳性率≥95%，上皮细胞 lineage 标志物，肾脏上皮细胞特异性表达）、细胞角蛋白 19（CK19，细胞膜阳性，阳性率≥90%，近端小管上皮细胞特征性标志物）、紧密连接蛋白 1（ZO-1，细胞间连接部位阳性，阳性率≥85%，维持上皮细胞极性与屏障功能），其中 CK18⁺CK19⁺双阳性是其肾脏上皮细胞身份鉴定的核心依据；同时表达物质转运相关分子（如 SGLT2，细胞膜阳性，阳性率≥80%）、肾损伤标志物（如 KIM-1，正常状态下阳性率 < 5%，损伤后升至 60% 以上）；细胞内信号通路维持肾脏上皮细胞功能平衡：AMPK 通路（调控细胞代谢与能量平衡，参与水盐转运调节）、NF-κB 通路（炎症刺激时激活，调控炎症因子表达）、HIF-1α 通路（缺氧时激活，参与肾脏缺血损伤的适应与修复）；无致瘤性（端粒酶活性阴性，裸鼠接种后无肿瘤形成），遗传背景稳定（核型为 46,XX/XY 正常二倍体，染色体畸变率 < 1%），确保实验安全性与重复性。

二、体外培养关键条件

HKC 人胚肾上皮细胞的体外培养需重点维持其肾脏上皮细胞表型、物质转运功能及正常形态，避免培养条件不当导致功能丢失或细胞分化异常。

培养基选择：优先使用 DMEM/F12 混合培养基（1:1 比例，添加 10% 胎牛血清 FBS，低内毒素≤5 EU/mL，无支原体污染，建议选择热灭活血清，减少补体对细胞连接的损伤）、1% 非必需氨基酸（NEAA）、1mmol/L 丙酮酸钠（提供额外能量，满足高代谢需求）、5μg/mL 胰岛素（促进细胞代谢与转运体表达）、100U/mL 双抗（抑制细菌污染，避免影响细胞活力）；培养基 pH 值控制在 7.2-7.4，渗透压 285-310 mOsm/kg（模拟肾脏内环境渗透压，渗透压异常会影响离子转运功能）。开展药物肾毒性实验时，需使用含 2% FBS 的低血清培养基饥饿处理 12-24 小时（减少血清对药物的吸附与干扰）；进行物质转运实验时，可使用无血清培养基（避免血清成分影响小分子物质检测）。

培养环境参数：温度稳定维持在 37℃±0.5℃，CO₂浓度 5%±0.3%，相对湿度 95% 以上；温度波动超过 ±1℃会导致细胞增殖率下降 20%-25%，SGLT2 表达减少 30%-40%（影响葡萄糖转运功能）；CO₂浓度低于 4% 会导致培养基 pH 值升高，细胞出现肿胀、连接破坏；高于 6% 则导致 pH 值降低，细胞皱缩、活力下降，需通过培养箱实时监控调整；模拟肾脏缺血缺氧环境时，可将氧气浓度降至 5%（常规为 21%），同时添加缺氧诱导剂（如 CoCl₂），观察缺氧对细胞损伤与修复的影响（如 HIF-1α 表达上调，KIM-1 升高）。

传代操作要点：细胞融合度达 80%-90% 时需及时传代（避免过度融合导致细胞接触抑制，影响增殖与转运功能）；操作步骤：用无菌 PBS 轻柔清洗细胞 2 次（上皮细胞贴壁较脆弱，避免剧烈冲洗破坏细胞连接），加入细胞消化液（含 EDTA 的温和消化液，避免过度消化损伤细胞表面转运体），37℃孵育 3-5 分钟（镜下观察至细胞边缘收缩、间隙增大，上皮细胞消化时间较短，需密切观察），加入含血清的培养基终止消化，用移液器轻柔吹打至细胞wan全脱落（避免过度吹打导致细胞破碎），按 1:2-1:3 比例接种至预包被 0.1% 明胶的培养皿（提升细胞贴壁率，维持上皮细胞形态，明胶包被后贴壁率≥90%）；传代过程中需严格控制消化时间（过度消化会破坏细胞表面标志物与连接结构，导致功能丢失），且传代次数不宜超过 25 代（超过后细胞可能出现衰老，转运体活性下降）。

关键注意事项：细胞对血清批次高度敏感（不同批次血清可能导致 CK19 表达波动 25%-30%，SGLT2 转运活性差异 40%），建议长期使用同一批次肾脏细胞专用血清，更换批次前需进行小体积验证（检测细胞活力、CK18/CK19 表达及葡萄糖转运活性，确保与原批次差异 < 15%）；培养过程中避免频繁换液（每 3-4 天更换 1 次即可，频繁换液会丢失细胞分泌的信号分子，影响细胞极性维持）；上皮细胞易形成单层，传代时需确保细胞wan全脱落（避免残留细胞影响后续培养的细胞均一性）；若需长期培养，建议在 10-15 代时大量冻存（每支冻存细胞数≥1×10⁶个），保证实验材料功能一致性。

三、核心科研应用领域

肾脏疾病机制研究：是解析肾脏疾病（如糖尿病肾病、缺血性肾病、药物性肾损伤）发病机制的理想模型，如构建糖尿病肾病模型（高糖培养基处理后，细胞出现氧化应激升高，胶原蛋白合成增加，模拟肾小球硬化前期过程）；研究缺血性肾损伤机制（缺氧模拟剂处理后，细胞 HIF-1α 表达上调，KIM-1 与 NGAL 升高，模拟肾脏缺血后的损伤响应）；探索药物性肾损伤机制（shun铂或庆da霉素处理后，细胞凋亡增加，线粒体功能异常，验证药物对肾脏上皮细胞的毒性作用），为糖尿病肾病、急性肾损伤（AKI）等疾病的机制解析与治疗提供关键实验依据。

药物肾毒性评估：适用于药物临床前肾毒性筛查与安全性评价，如通过 MTT 法、LDH 释放实验检测药物对 HKC 细胞活力的影响（计算 IC₅₀值，筛选低肾毒性药物，如抗生素、hua疗药物的肾毒性评估）；检测药物对肾脏转运体功能的影响（如药物是否抑制 SGLT2 活性，评估其对肾脏葡萄糖重吸收的干扰）；通过检测肾损伤标志物（KIM-1、NGAL）的表达变化，早期预测药物的肾毒性风险（如药物处理后 24 小时内 KIM-1 升高，提示潜在肾损伤），为药物研发中的肾脏安全性评价提供重要数据支持。

肾脏生理功能研究：可用于解析肾脏上皮细胞物质转运、离子交换及代谢调节的机制，如研究激素对肾脏转运功能的调控（如胰岛素对 SGLT2 表达的影响，明确激素在肾脏糖代谢中的作用）；探索离子通道对肾脏水盐平衡的调节（如钠通道抑制剂对 Na⁺/K⁺-ATPase 活性的影响，验证离子通道在肾脏电解质平衡中的作用）；分析肾脏上皮细胞与间质细胞的互作（如与肾成纤维细胞共培养，观察间质细胞对上皮细胞转运功能的影响，模拟肾脏组织细胞间的协同作用），为理解肾脏生理功能与调节机制提供重要线索。

基因工程与生物实验：由于 HKC 细胞具有贴壁生长、易转染、增殖稳定等特性，常作为基因表达、载体构建及蛋白分泌相关实验的宿主细胞，如用于外源基因表达（转染荧光蛋白基因，观察基因在肾脏上皮细胞中的表达定位）；病毒载体包装（如腺病毒或慢病毒载体包装，用于肾脏疾病的基因治疗研究）；重组蛋白分泌（表达肾脏相关重组蛋白，如 KIM-1 重组蛋白，用于肾损伤诊断试剂的研发），为基因工程研究与生物医药应用提供理想的细胞平台。

四、质量控制与使用注意事项

（一）质量控制标准

细胞活力与表型：台盼蓝染色法检测活力≥90%，传代后 24 小时贴壁率≥90%（明胶包被后）；流式细胞术检测 CK18⁺CK19⁺细胞比例≥90%，ZO-1⁺细胞比例≥85%；HE 染色可见典型上皮细胞形态（铺路石样排列、细胞间连接紧密、核仁清晰），无杂细胞污染（如成纤维细胞 Vimentin 阳性率 < 1%）。

功能验证：葡萄糖转运活性检测（SGLT 介导的荧光葡萄糖摄取率≥10pmol/min/mg protein）；正常状态下 KIM-1 表达率 < 5%，10mmol/L shun铂处理 24 小时后 KIM-1 表达率≥60%；Na⁺/K⁺-ATP 酶活性≥5μmol Pi/h/mg protein（反映离子交换功能正常）。

遗传与安全性：染色体核型分析为 46,XX/XY 正常二倍体，畸变率 < 1%；STR 分型与标准 HKC 细胞图谱一致性≥95%（避免细胞交叉污染）；端粒酶活性检测为阴性，裸鼠接种后无肿瘤形成（排除致瘤性）。

污染检测：无细菌、真菌、支原体污染（PCR 法或培养法检测）；无人类免疫缺陷病毒（HIV）、乙型肝炎病毒（HBV）、丙型肝炎病毒（HCV）污染（RT-PCR 或 ELISA 检测病毒标志物）；无其他细胞系交叉污染（STR 分型验证）。

（二）使用注意事项

培养操作：长期培养需每 5 代进行一次表型与功能验证（检测 CK18/CK19 表达、葡萄糖转运活性及 KIM-1 基础表达），避免细胞表型漂移（如向间质细胞转化，Vimentin 表达升高）；与肿瘤细胞（如肾癌细胞 ACHN）分开培养（使用独立培养箱与试剂，防止交叉污染导致实验结果偏差）；操作时轻柔处理细胞，避免反复离心或剧烈吹打（防止细胞损伤，影响细胞连接与转运功能）。

实验设计：开展药物肾毒性实验时，需设置空白对照组（未加药物）与阳性对照组（已知肾毒性药物如shun铂），明确药物的特异性毒性效应；进行物质转运实验时，需设置转运体抑制剂对照组（如 SGLT 抑制剂根皮苷），验证转运体介导的特异性转运过程；共培养实验需设置单种细胞对照组，区分细胞自身与细胞间互作产生的效应。

冻存复苏：冻存需选择对数生长期细胞（活力≥95%，融合度 70%-80%），冻存液配方为 DMEM/F12 培养基 + 10% DMSO+20% FBS+5μg/mL 胰岛素，梯度降温（4℃ 30 分钟→-20℃ 1 小时→-80℃过夜→液氮保存）；复苏时在 37℃水浴中快速融化（1 分钟内，避免 DMSO 长时间作用损伤细胞），加入 10 倍体积预热的新鲜培养基，1000rpm 离心 5 分钟，弃上清后用培养基重悬（调整细胞密度至 5×10⁴-1×10⁵个 /cm²），接种至预包被明胶的培养皿，复苏后 48 小时检测细胞活力（需≥80%）与 CK19 表达（需维持正常水平），再进行后续实验。

安全防护：该细胞属人类正常胚胎来源细胞，操作时需严格遵守生物安全二级防护规范（穿戴手套、护目镜，在生物安全柜内进行操作）；废弃培养物（如细胞悬液、培养基）需加入含有效氯的消毒剂（如 0.5% 次氯酸钠）处理 30 分钟后再高压灭菌（121℃ 30 分钟）；细胞冻存管解冻后需先在生物安全柜内去除外包装，再进行后续操作；实验人员需定期进行健康检查，避免职业暴露风险。

上一个：人β内酰胺酶抑制剂试剂盒