HL-60人早幼粒急性白血病细胞源自患者骨髓，悬浮生长，具早幼粒细胞特征与恶性增殖性，用于白血病发病机制、分化诱导及抗肿瘤药物筛选研究。

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更新时间：2025-11-12

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HL-60人早幼粒急性白血病细胞

一、细胞基本生物学特性

HL-60人早幼粒急性白血病细胞源自急性早幼粒细胞白血病（APL）患者骨髓，属恶性造血系统肿瘤细胞系，处于粒细胞分化的早幼粒阶段，具有无限增殖能力与未成熟造血细胞特征，是研究急性髓系白血病（AML）尤其是 APL 发病机制、细胞分化调控及抗肿瘤药物筛选的经典体外模型。其在模拟白血病细胞恶性增殖、分化障碍及对治疗药物的响应方面表现稳定，广泛应用于肿瘤学、血液学、药理学及细胞生物学领域。

形态上，该细胞呈典型早幼粒细胞形态：常规培养时以圆形或椭圆形为主，悬浮生长（少量细胞轻度聚集，可通过轻柔吹打分散），胞体直径 10-15μm；胞质丰富，呈嗜碱性（Giemsa 染色呈深蓝色），含大量紫红色嗜天青颗粒（早幼粒细胞特征性结构，光学显微镜下清晰可见，颗粒分布不均，部分覆盖细胞核）；细胞核呈圆形或肾形，占细胞体积的 50%-60%，核仁 1-3 个（清晰可见，位于核边缘或中央），染色质呈粗网状（未成熟粒细胞特征），核分裂象常见（正常培养条件下分裂象比例约 5%-8%，恶性增殖特征显著）。体外培养过程中，细胞形态可随诱导分化发生改变：经特定分化诱导剂（如三氧hua二砷，ATO）处理后，可向成熟粒细胞分化，表现为胞质颗粒减少、细胞核分叶（出现杆状核或分叶核），模拟 APL 临床治疗中的分化诱导效应，为研究白血病细胞分化机制提供直观模型。

功能特性方面，HL-60 细胞具备三大核心恶性特征与研究价值。一是恶性增殖与永生性：细胞周期短（倍增时间约 24-36 小时），可在体外无限制传代（传代 100 代以上仍保持稳定表型），增殖不依赖外源性生长因子（自身可分泌部分细胞因子如 IL-6，维持自分泌增殖信号）；软琼脂克隆形成实验中，克隆形成率≥70%（正常造血细胞无克隆形成能力），裸鼠皮下接种后可形成实体瘤（成瘤率 100%，移植后 2-3 周可见明显肿瘤结节），充分体现其恶性转化特性。二是分化可塑性：具有明确的分化方向，可被多种诱导剂诱导向不同成熟细胞谱系分化：经特定粒细胞分化诱导剂（1μmol/L）处理 7-10 天，90% 以上细胞向成熟粒细胞分化（表达 CD11b、CD18 等粒细胞分化标志物）；经佛波酯（PMA，10ng/mL）处理后，可向单核细胞 / 巨噬细胞分化（表达 CD14、CD68 等标志物）；经二甲亚砜（DMSO，1.5%）处理后，同样可诱导粒细胞分化，这种分化可塑性为研究细胞分化调控网络提供了理想工具。三是对治疗药物的敏感性：对多种抗白血病药物敏感，如阿糖胞苷（Ara-C）及 APL 靶向药物（如 ATO），药物处理后可出现典型的凋亡特征（如细胞皱缩、染色质凝聚、凋亡小体形成），凋亡率随药物浓度升高而增加（1μmol/L ATO 处理 48 小时，凋亡率达 60%-70%），是评估抗白血病药物活性的重要模型。

分子表型上，该细胞高表达早幼粒细胞与白血病相关标志物：CD33（细胞膜阳性，阳性率≥95%，髓系造血细胞标志物，APL 诊断与靶向治疗关键靶点）、CD13（细胞膜阳性，阳性率≥90%，髓系细胞 lineage 标志物）、CD34（细胞膜阳性率≤10%，造血干细胞标志物，早幼粒阶段表达降低），其中 CD33⁺CD13⁺双阳性是其身份鉴定的核心依据；同时表达白血病相关融合蛋白（部分亚克隆携带 PML-RARα 融合基因，与 APL 发病直接相关，该融合基因可通过 RT-PCR 检测）；细胞内信号通路异常激活：PI3K/Akt/mTOR 通路（维持细胞恶性增殖与抗凋亡，磷酸化 Akt 水平显著高于正常造血细胞）、MAPK/ERK 通路（调控细胞周期与分化，未分化状态下活性较高，分化后活性下降）、Bcl-2 家族蛋白失衡（抗凋亡蛋白 Bcl-2 高表达，促凋亡蛋白 Bax 低表达，导致细胞凋亡抵抗）；染色体核型存在异常（常见核型为 47,XX/XY,+8，部分细胞可见 t (15;17) 染色体易位，与 PML-RARα 融合基因形成相关），与临床 APL 患者细胞遗传学特征高度吻合。

二、体外培养关键条件

HL-60 细胞的体外培养需重点维持其恶性增殖能力、分化可塑性及药物敏感性，避免培养条件不当导致表型漂移或功能丢失。

培养基选择：优先使用 RPMI-1640 培养基（添加 10% 胎牛血清 FBS，低内毒素≤5 EU/mL，无支原体污染，建议选择未热灭活血清，保留血清中天然生长因子活性，维持细胞增殖与分化潜能）、1% 非必需氨基酸（NEAA）、1mmol/L 丙酮酸钠（提供额外能量，满足高增殖需求）、100U/mL 双抗（抑制细菌污染，避免影响细胞活力）；培养基 pH 值控制在 7.2-7.4，渗透压 285-310 mOsm/kg。开展分化诱导实验时，需使用含 5%-10% FBS 的培养基（血清浓度过低会影响诱导效率）；进行药物敏感性实验时，可使用含 2% FBS 的培养基饥饿处理 8-12 小时（减少血清对药物的吸附与干扰）。

培养环境参数：温度稳定维持在 37℃±0.5℃，CO₂浓度 5%±0.3%，相对湿度 95% 以上；温度波动超过 ±1℃会导致细胞增殖率下降 30%-40%，分化诱导效率降低（如特定诱导剂诱导的粒细胞分化率下降 25%-30%）；CO₂浓度低于 4% 会导致培养基 pH 值升高，细胞出现肿胀、颗粒溶解；高于 6% 则导致 pH 值降低，细胞皱缩、活力下降，需通过培养箱实时监控调整；模拟体内造血微环境时，可添加骨髓间充质干细胞条件培养基（10%-20%），观察微环境对白血病细胞增殖与分化的影响。

传代操作要点：细胞密度达 1×10⁶-2×10⁶个 /mL 时需及时传代（悬浮细胞密度过高易导致营养耗尽、代谢废物积累，引发细胞凋亡）；操作步骤：取对数生长期细胞悬液，1000rpm 离心 5 分钟（离心力过大会损伤细胞，导致颗粒破裂），弃上清，用新鲜培养基重悬细胞，调整密度至 2×10⁵-5×10⁵个 /mL，按 1:3-1:5 比例接种至新培养瓶（选择透气盖培养瓶，保证气体交换，避免细胞缺氧）；传代过程中无需消化（悬浮生长，避免消化液破坏细胞表面标志物与颗粒结构），且需轻柔吹打细胞沉淀（防止细胞聚集成团，影响增殖均匀性）；传代后 24 小时内避免剧烈振动培养瓶（防止细胞损伤，影响后续实验）。

关键注意事项：细胞对血清批次高度敏感（不同批次血清可能导致细胞倍增时间波动 20%-25%，CD33 表达差异 30%，分化诱导效率变化 40%），建议长期使用同一批次血清，更换批次前需进行小体积验证（检测细胞活力、增殖速率及特定诱导剂诱导的分化率，确保与原批次差异 < 15%）；培养过程中需定期观察细胞形态（如颗粒数量、细胞核形态），若发现颗粒明显减少或核分裂象降低，提示细胞表型漂移，需更换早期冻存细胞；悬浮细胞易受污染，操作时需严格无菌（如使用无菌吸管、超净台定期消毒），可通过优化培养环境（如控制温湿度、定期清洁培养箱）预防真菌污染；若需长期培养，建议每 20-30 代冻存一次细胞（每支冻存细胞数≥2×10⁶个），保证实验材料的一致性与稳定性。

三、核心科研应用领域

白血病发病机制研究：是解析 APL 发病分子机制的理想模型，如研究 PML-RARα 融合基因的功能（该基因可抑制粒细胞分化相关转录因子如 C/EBPα 的活性，导致分化障碍，通过 RNA 干扰沉默 PML-RARα 后，细胞可自发向成熟粒细胞分化）；探索白血病干细胞（LSC）特性（HL-60 细胞中约 0.1%-1% 的 CD34⁺CD38⁻细胞具有自我更新与体内成瘤能力，可用于 LSC 靶向治疗研究）；分析造血微环境与白血病细胞的互作（如骨髓间充质干细胞分泌的 CXCL12 可促进 HL-60 细胞增殖与耐药，阻断 CXCL12/CXCR4 通路可抑制其恶性表型），为 AML 尤其是 APL 的发病机制解析提供关键实验依据。

细胞分化调控研究：可用于研究造血细胞分化的分子网络与信号通路，如筛选调控粒细胞分化的关键基因（通过 CRISPR/Cas9 文库筛选发现，敲除 IDH2 基因可增强特定诱导剂诱导的 HL-60 细胞分化）；解析分化诱导剂的作用机制（特定诱导剂可结合 PML-RARα 融合蛋白，促进其降解或多聚泛素化，解除对分化基因的抑制，引发细胞凋亡与分化）；研究表观遗传调控对分化的影响（组蛋白去乙酰化酶抑制剂可增强特定诱导剂的分化诱导效果，提示表观遗传修饰在分化中的重要作用），为理解细胞分化调控规律提供重要线索。

抗白血病药物筛选与评价：适用于抗 AML 药物的体外活性筛选与机制研究，如高通量筛选天然产物或合成化合物的抗白血病活性（通过 MTT 法检测化合物对 HL-60 细胞活力的影响，筛选出 IC₅₀<10μmol/L 的潜在活性化合物）；评估靶向药物的疗效（如 CD33 单克隆抗体药物偶联物 [ADC] 可特异性杀伤 HL-60 细胞，凋亡率达 80% 以上，验证其靶向治疗潜力）；研究药物耐药机制（长期低剂量特定诱导剂处理可诱导 HL-60 细胞产生耐药，耐药细胞中 P-gp 蛋白高表达，抑制 P-gp 活性可恢复药物敏感性），为抗白血病药物研发与临床用药提供重要数据支持。

白血病治疗策略研究：可用于探索联合治疗方案的协同效应，如不同靶向药物联合使用（二者可通过不同机制靶向 PML-RARα，联合处理 HL-60 细胞的凋亡率比单独用药高 30%-40%，且可克服单一药物耐药）；特定药物与靶向药物联合（如 Ara-C 与 CD33 ADC 联合，可增强对 HL-60 细胞的杀伤效果，减少药物用量与毒副作用），为 AML 临床治疗方案的优化提供实验基础。

四、质量控制与使用注意事项

（一）质量控制标准

细胞活力与表型：台盼蓝染色法检测活力≥90%，对数生长期倍增时间 24-36 小时；流式细胞术检测 CD33⁺CD13⁺细胞比例≥90%，CD34⁺细胞比例≤10%；Giemsa 染色可见典型早幼粒细胞形态（胞质嗜天青颗粒丰富，核仁明显），无明显分化成熟细胞（分化细胞比例 < 5%）。

功能验证：软琼脂克隆形成率≥70%（培养 14 天后计数克隆数）；1μmol/L 特定粒细胞分化诱导剂处理 7 天后，粒细胞分化率≥80%（CD11b⁺细胞比例≥80%，Giemsa 染色可见分叶核细胞）；1μmol/L ATO 处理 48 小时后，细胞凋亡率≥60%（Annexin V/PI 双染流式检测）。

遗传与分子特征：RT-PCR 检测可检出 PML-RARα 融合基因（部分亚克隆）；染色体核型分析可见 47,XX/XY,+8 或 t (15;17) 异常核型；STR 分型与标准 HL-60 细胞图谱一致性≥95%（避免细胞交叉污染）。

污染检测：无细菌、真菌、支原体污染（PCR 法或培养法检测）；无人类免疫缺陷病毒（HIV）、乙型肝炎病毒（HBV）、丙型肝炎病毒（HCV）污染（RT-PCR 或 ELISA 检测病毒标志物）；无其他肿瘤细胞交叉污染（STR 分型验证）。

（二）使用注意事项

培养操作：长期培养需每 10 代进行一次表型与功能验证（检测 CD33/CD13 表达、分化诱导效率及凋亡敏感性），避免细胞表型漂移；与正常造血细胞（如原代骨髓细胞）分开培养（使用独立培养箱与试剂，防止交叉污染导致实验结果偏差）；操作时轻柔处理细胞，避免反复离心或剧烈吹打（防止细胞颗粒破裂、内容物释放，影响细胞活力与实验结果）。

实验设计：开展分化诱导实验时，需设置空白对照组（未加诱导剂）与阳性对照组（已知有效诱导剂），明确诱导剂的特异性效果；进行药物敏感性实验时，需设置药物浓度梯度（至少 5 个浓度点）与溶剂对照组（排除溶剂对细胞的影响），通过计算 IC₅₀值量化药物活性；体内成瘤实验需使用 6-8 周龄裸鼠（无 T 细胞免疫排斥），每组裸鼠数量≥5 只，确保实验结果的统计学有效性。

冻存复苏：冻存需选择对数生长期细胞（活力≥95%，密度 1×10⁶个 /mL），冻存液配方为 RPMI-1640 培养基 + 10% DMSO+20% FBS，梯度降温（4℃ 30 分钟→-20℃ 1 小时→-80℃过夜→液氮保存）；复苏时在 37℃水浴中快速融化（1 分钟内，避免 DMSO 长时间作用损伤细胞），加入 10 倍体积预热的新鲜培养基，1000rpm 离心 5 分钟，弃上清后用培养基重悬（调整密度至 5×10⁵个 /mL），复苏后 24 小时检测细胞活力（需≥80%），48 小时后再进行实验（确保细胞恢复正常增殖与功能）。

安全防护：该细胞属人类恶性肿瘤细胞系，操作时需严格遵守生物安全二级防护规范（穿戴手套、护目镜，在生物安全柜内进行操作）；废弃培养物（如细胞悬液、培养基）需加入含有效氯的消毒剂（如 0.5% 次氯酸钠）处理 30 分钟后再高压灭菌（121℃ 30 分钟）；细胞冻存管解冻后需先在生物安全柜内去除外包装，再进行后续操作；实验人员需定期进行健康检查，避免职业暴露风险。

上一个：人α谷胱甘肽S转移酶试剂盒