HO-8910PM人高转移卵巢癌细胞是 HO-8910 衍生株，贴壁生长，具强腹腔侵袭、远转移能力，可模拟卵巢癌转移，用于转移机制、抗转移药物筛选研究。

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更新时间：2025-11-11

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HO-8910PM人高转移卵巢癌细胞

一、细胞基本生物学特性

HO-8910PM 人高转移卵巢癌细胞是通过 HO-8910 人卵巢癌细胞（母株）经体外 Transwell 筛选、体内腹腔转移传代诱导获得的高转移衍生株，保留卵巢浆液性囊腺癌的病理特征，且转移潜能显著增强，是研究卵巢癌转移机制、抗转移药物研发及转移相关靶点验证的核心模型。其在模拟卵巢癌腹腔种植、远处转移（如肝、肺转移）及转移微环境互作方面表现稳定，广泛应用于肿瘤转移生物学、妇科肿瘤学及药理学领域。

形态上，该细胞与母株相比更具侵袭表型：常规培养时以长梭形为主，部分呈多边形散在生长（胞体长 16-22μm，宽 10-16μm，比母株略大）；胞质质地不均，含少量丝状伪足与层状伪足（光学显微镜下可见，提示强迁移能力），黏液样颗粒减少（PAS 染色阳性率降至 15%-25%，分泌功能减弱，能量更多用于转移相关活动）；细胞间连接极松散（几乎无极性排列，黏附能力比母株低 30%-40%）；细胞核畸形更明显（多为不规则形，核仁 2-4 个，染色质浓集呈块状，病理性核分裂象比例升至 8%-10%，高于母株）。体外培养以贴壁生长为主，接种后 20-30 小时完成贴壁（比母株快），无接触抑制，可稳定传代 50 代以上，传代过程中高转移表型无明显衰减，符合长期转移研究需求。

功能特性方面，HO-8910PM 细胞的核心优势在于ji强的转移能力，具体表现为三点。一是高效侵袭迁移能力：体外 Transwell 实验（加基质胶）24 小时穿膜细胞数达 150-200 个 / 视野（是母株的 2-3 倍，正常卵巢上皮细胞 < 4 个 / 视野）；划痕愈合实验 24 小时愈合率达 80%-90%（母株为 55%-65%）；可大量分泌基质金属蛋白酶（MMP-2、MMP-9 表达量比母株高 2-3 倍，比正常细胞高 10-15 倍），且酶活性增强（MMP-9 活性比母株高 40%-50%），高效降解腹腔基质与血管基底膜。二是体内转移效率高：腹腔接种 6-8 周龄裸鼠后，14-21 天即可形成腹腔广泛种植（母株需 28-35 天），腹膜、大网膜、肠系膜均可见肿瘤结节，且易发生远处转移（28-35 天肺转移率达 70%-80%，肝转移率达 50%-60%，母株肺转移率 < 30%）；尾静脉注射后，14 天肺内转移灶数达 30-50 个 / 肺（母株为 10-15 个 / 肺），模拟临床卵巢癌晚期广泛转移特征。三是转移微环境适应能力强：可分泌更多血管生成因子（VEGF 表达量比母株高 1.5-2 倍），促进肿瘤新生血管形成（体内肿瘤组织血管密度比母株高 50%-60%）；分泌趋化因子（CXCL8、CXCL12 表达量高），招募巨噬细胞、成纤维细胞构建转移前微环境；对缺氧环境耐受性强（缺氧条件下增殖率仅下降 10%-15%，母株下降 25%-30%），且缺氧可进一步增强其转移能力（缺氧处理后 MMP-9 表达量再提升 30%）。

分子表型上，该细胞在母株基础上强化转移相关分子特征：高表达卵巢癌标志物（CA125 阳性率≥80%，CK18 阳性率≥90%，与母株接近），同时高表达转移相关标志物：波形蛋白（Vimentin，阳性率≥90%，母株为 60%-70%，EMT 关键蛋白）、CD44（阳性率≥85%，肿瘤干细胞标志物，与转移干性相关）、基质金属蛋白酶抑制剂（TIMP-1，阳性率≥75%，调控 MMP 活性）；增殖相关蛋白 Ki-67 阳性率≥75%（略高于母株），耐药蛋白 ABCB1 阳性率≥70%（比母株高 10%-15%，转移与耐药协同增强）；细胞内转移相关信号通路过度激活：PI3K/Akt 通路（磷酸化 Akt 水平比母株高 60%-70%）、MAPK/ERK 通路（磷酸化 ERK 水平比母株高 50%-60%）、Wnt/β-catenin 通路（β-catenin 核定位率比母株高 40%-50%），且通路抑制剂可显著抑制其转移能力（如 PI3K 抑制剂处理后，穿膜细胞数下降 70%-80%）；染色体核型为非整倍体（47-49 条染色体，比母株多 1-2 条染色体异常，如 7 号染色体部分扩增，与转移相关基因富集区域一致），与临床高转移卵巢癌组织分子特征高度吻合。

二、体外培养关键条件

HO-8910PM 细胞的培养需重点维持其高转移表型，避免培养条件不当导致转移能力衰减，部分条件与母株有差异。

培养基选择：优先使用 RPMI-1640 培养基，添加 10% 胎牛血清（FBS 需选择低内毒素批次，≤5 EU/mL，无支原体污染，建议固定批次使用，避免血清差异导致转移表型波动）、1% 非必需氨基酸（NEAA），无需添加生长因子（外源因子可能干扰转移相关通路）；培养基 pH 值控制在 7.2-7.4，渗透压 290-320 mOsm/kg。开展转移相关实验（如侵袭实验）前，需用无血清培养基饥饿处理 8-12 小时（比母株短，避免长时间饥饿影响细胞活性）；构建转移耐药模型时，药物浓度梯度可比母株高 20%-30%（如从 0.8μmol/L 增至 10μmol/L）。

培养环境参数：温度 37℃±0.5℃，CO₂浓度 5%±0.3%，相对湿度 95% 以上；温度波动超过 ±1℃会导致转移能力下降（如穿膜细胞数减少 25%-30%，母株减少 18%-25%）；CO₂浓度异常会导致细胞活力下降，但转移相关蛋白（如 Vimentin）表达短期内无明显改变，需实时监控调整。

传代操作要点：细胞融合度达 60%-70% 时需传代（比母株早，避免过度融合导致细胞聚集，影响转移表型）；操作步骤：用无菌 PBS 快速清洗 1 次，加入细胞消化液（37℃孵育 2-4 分钟，比母株消化时间短，因其贴壁能力较弱），镜下见细胞变圆后立即加入含血清培养基终止消化，轻柔吹打至脱落（避免过度吹打破坏伪足结构），按 1:5-1:6 比例接种（比母株接种密度低，给细胞足够空间伸展伪足，维持迁移能力）。

关键注意事项：细胞对血清批次敏感（不同批次血清可能导致 MMP-9 表达波动 30%-40%），首ci使用新批次血清需先进行小体积培养验证（检测 Transwell 穿膜数，确保与原批次差异 < 20%）；培养器皿无需包被（包被会增强细胞黏附，减弱转移表型）；培养基每 2 天更换 1 次（比母株频繁，因其代谢更快，需及时清除转移相关因子积累）。

三、核心科研应用领域

卵巢癌转移机制研究：是解析转移关键步骤（侵袭、血管穿透、远处定植）的理想模型，如研究 EMT 在转移中的作用（沉默 Vimentin 基因后，穿膜细胞数下降 80%，体内肺转移率降至 10%-20%）；通过对比 HO-8910PM 与母株的转录组、蛋白组差异，筛选转移相关基因（如 SNAI1、TWIST1，在 PM 株中高表达），并验证其功能（过表达 SNAI1 可使母株转移能力提升至 PM 株水平）；研究转移前微环境构建机制（如 PM 株分泌的 CXCL8 可招募 CD11b⁺细胞至肺组织，促进转移灶形成）。

抗转移药物筛选与评价：适用于高通量筛选抑制转移的药物（如靶向 MMP、VEGF、CXCL8 的药物），如检测 MMP-9 抑制剂对 PM 株的作用（10μmol/L 抑制剂处理后，穿膜细胞数下降 75%，体内肺转移灶数减少 65%）；评价药物对转移不同阶段的影响（如抑制侵袭、阻断血管穿透、抑制定植）；对比药物对 PM 株与母株的效果差异，筛选针对高转移肿瘤的te效药物。

转移相关靶点验证与诊断标志物筛选：可验证潜在转移靶点（如 CD44、β-catenin），如靶向 CD44 的抗体处理后，PM 株肿瘤干细胞比例下降 60%，转移能力减弱 70%；筛选转移特异性标志物（如 PM 株高表达的 miR-10b、miR-21，血清中含量与转移程度正相关），对比高转移与低转移卵巢癌患者血清，验证其作为转移诊断与预后评估的价值。

转移干预策略研究：研究联合干预方案（如抗转移药物与hua疗药物联合），如 MMP-9 抑制剂与hua疗药物联合使用，不仅提升肿瘤抑制率（比单独hua疗高 30%），还可减少转移发生率（肺转移率从 70% 降至 20%）；探索免yi治疗对转移的抑制作用（如 PD-1 抗体处理后，PM 株肺转移灶中 CD8⁺T 细胞浸润增加，转移灶数减少 50%）。

四、质量控制与使用注意事项

（一）质量控制标准

转移能力验证：Transwell（加基质胶）24 小时穿膜细胞数≥150 个 / 视野；裸鼠腹腔接种 21 天腹腔种植率 100%，肺转移率≥70%；MMP-9 表达量比母株高 2 倍以上（Western blot 检测）。

细胞活力与纯度：台盼蓝染色活力≥90%，传代 24 小时贴壁率≥85%；CA125⁺CK18⁺细胞比例≥80%，Vimentin⁺细胞比例≥85%，无杂细胞污染（免疫荧光或流式验证）。

分子表型稳定：Western blot 检测 PI3K/Akt、MAPK/ERK 通路磷酸化水平，需比母株高 50% 以上；STR 分型与标准 HO-8910PM 图谱一致性≥95%（避免与母株或其他细胞混淆）。

稳定性检测：传代 50 代后，Transwell 穿膜数波动 < 20%，体内转移率下降 < 15%，确保长期实验重复性。

（二）使用注意事项

培养操作：长期培养每 8 代验证一次转移能力（检测 Transwell 穿膜数与 Vimentin 表达），避免表型漂移；与母株 HO-8910 分开培养（使用独立培养箱与试剂，防止交叉污染导致转移表型混淆）。

实验设计：开展转移实验需设置母株与正常卵巢上皮细胞对照组，明确 “高转移" 特性的差异；体内实验建议使用裸鼠（无免疫排斥），且每组裸鼠数量≥6 只（确保转移结果统计学有效）；检测转移相关指标时，需统一实验条件（如基质胶浓度、细胞接种密度、培养时间）。

冻存复苏：冻存选择对数生长期细胞（活力≥95%，传代 10-30 代，转移表型zui稳定），冻存液配方为 RPMI-1640+10% DMSO+20% FBS，梯度降温（4℃ 30 分钟→-20℃ 1 小时→-80℃过夜→液氮）；复苏时 37℃水浴 1 分钟内融化，加入 5 倍体积培养基，离心后轻吹接种（避免剧烈操作破坏伪足），复苏后 24 小时检测细胞活力（需≥85%）。