P815小鼠肥大细胞瘤细胞

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P815小鼠肥大细胞瘤细胞源自 DBA/2 小鼠，贴壁生长，具致瘤性与免疫原性，可用于肿瘤模型构建、免疫应答研究及抗肿瘤药物筛选。

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更新时间：2025-10-28

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P815小鼠肥大细胞瘤细胞

P815小鼠肥大细胞瘤细胞源自 DBA/2 小鼠的自发性肥大细胞瘤，是肿瘤学与免疫学研究的经典细胞模型。其具备稳定的贴壁生长特性、强致瘤性及明确的免疫原性，可模拟体内肥大细胞瘤的生长与转移过程，同时能激活机体免疫应答，广泛应用于肿瘤模型构建、免疫机制研究、抗肿瘤药物筛选及细胞毒性实验。

一、核心生物学特性

（一）来源与细胞本质

P815 细胞于 1957 年从 DBA/2 小鼠的腹腔肥大细胞瘤中分离建立，属于肥大细胞来源的恶性肿瘤细胞系，保留肥大细胞的部分特征（如胞质含嗜碱性颗粒），同时具备恶性肿瘤细胞的无限增殖能力。该细胞的核型稳定（二倍体为主，少数为异倍体），致瘤性强 —— 将少量细胞接种于同源 DBA/2 小鼠或免疫缺陷小鼠体内，即可形成实体瘤或腹水瘤，且肿瘤生长速率可预测，为肿瘤研究提供标准化模型。

（二）形态与增殖特征

体外培养时呈典型贴壁生长状态，细胞形态多样，以多边形、梭形为主，部分呈圆形（直径 15-25μm）；胞质丰富，含大量细小的嗜碱性颗粒（经吉姆萨染色可清晰观察），颗粒内储存组胺、肝素等生物活性物质，模拟正常肥大细胞的分泌功能；细胞核大而不规则，多为单核或双核，核仁明显（2-3 个），染色质呈粗颗粒状，分裂象多见（符合恶性肿瘤增殖特征）。

增殖能力稳定，倍增时间约 24-30 小时，传代 50 代以内可维持稳定增殖活性；细胞接种密度以 2×10⁴-5×10⁴ cells/cm² 为宜，接种后 24 小时贴壁率达 90% 以上，72-96 小时可达到 80%-90% 汇合度，需及时传代避免细胞过度密集导致接触抑制。

（三）分子表型与功能特征

P815 细胞的分子与功能特性高度适配肿瘤与免疫研究需求：

免疫原性明确：表面表达 MHCⅠ 类分子（H-2d 基因型，与 DBA/2 小鼠同源）、共刺激分子 CD80/CD86 及黏附分子 ICAM-1，能被 T 细胞识别并激活细胞毒性 T 淋巴细胞（CTL）应答，是研究肿瘤免疫逃逸的理想模型；

肥大细胞特性保留：胞质颗粒含组胺、类胰dan白酶等物质，在钙离子刺激下可释放这些介质（如加入离子霉素后，组胺释放量可达 10-20ng/10⁶细胞），可用于肥大细胞活化与过敏反应机制研究；

转移潜能可控：体外培养状态下转移能力较弱，但在体内接种后，部分细胞可通过血液或淋巴道转移至肺、肝等器官（转移率约 20%-30%），可通过调整接种部位（如皮下、腹腔、尾静脉）构建不同转移程度的肿瘤模型。

二、体外培养与操作流程

（一）基础培养体系配置

P815 细胞对培养条件要求温和，常规采用贴壁细胞培养方案：

培养基选择：优先使用RPMI-1640 培养基（含 25mM HEPES 缓冲液、1mM 丙酮酸钠），或 DMEM 高糖培养基（含 4.5g/L 葡萄糖），两者均可满足细胞增殖需求 ——RPMI-1640 培养基更利于维持细胞免疫原性，DMEM 则适合大规模扩增；

血清添加：需添加 10%-12% 胎牛血清（无需严格筛选批次，白蛋白含量≥30g/L 即可），同时加入 1% 抗菌试剂预防细菌污染；若需维持肥大细胞颗粒特性，可额外添加 50μM β- 巯基乙醇（减少氧化应激对颗粒的破坏）；

培养环境：温度控制在 37℃±0.5℃，CO₂浓度维持 5%±0.2%，湿度保持 95%±2%，pH 稳定在 7.2-7.4，渗透压 280-320mOsm/kg；使用普通细胞培养瓶即可，无需特殊涂层（细胞贴壁能力强，可直接附着于塑料瓶壁）。

（二）传代与纯化操作

传代时机：当细胞汇合度达到 80%-90% 时需及时传代（通常每 48-72 小时一次），避免过度汇合导致细胞形态改变（如梭形细胞比例增加、颗粒减少）；传代比例按 1:3-1:5 稀释（如将 1 瓶汇合细胞消化后接种至 3-5 瓶新培养瓶），具体根据实验需求调整 —— 常规培养按 1:5 稀释，需快速扩增时按 1:3 稀释。

传代步骤：

弃去旧培养基，用无菌 PBS 轻柔冲洗细胞表面 2 次（去除残留血清与代谢废物，避免影响消化效率）；

加入含 0.25%-0.02% EDTA 的消化液（按每 25cm² 培养瓶加入 1mL 消化液的比例），37℃孵育 2-3 分钟，期间在显微镜下观察细胞形态变化 —— 当细胞边缘收缩、间隙增大，轻轻拍打培养瓶侧壁，细胞呈单个或小团块脱落时，立即终止消化；

加入 2-3 倍体积的培养基（中和消化液活性），用移液器轻轻吹打细胞悬液（避免用力过猛导致细胞破裂），使细胞分散均匀；

按预设比例将细胞悬液转移至新培养瓶，补充新鲜培养基，放入培养箱继续培养。

纯化操作：若培养过程中出现少量悬浮细胞（死细胞或未贴壁细胞），可通过换液去除 —— 传代前弃去旧培养基时，悬浮细胞会随培养基一同被移除，贴壁细胞经消化后可获得纯化的活细胞；若污染少量其他贴壁细胞，可通过有限稀释法克隆化纯化，确保细胞纯度。

（三）冻存与复苏要点

冻存准备：选择对数生长期、汇合度 70%-80% 的细胞（活力≥95%），确保复苏后活性；冻存液按 “10% DMSO+20% 胎牛血清 + 70% 培养基" 配制，全程在室温下操作（避免 DMSO 低温结晶损伤细胞）。

冻存流程：将细胞消化分散为单细胞悬液后，离心收集细胞（1000×g，5 分钟），弃上清；用预冷的冻存液重悬细胞，调整浓度为 1×10⁶-3×10⁶ cells/mL，分装至冻存管；采用梯度降温法：4℃放置 30 分钟→-20℃放置 1 小时→-80℃放置 12 小时→转入液氮长期保存（液氮温度需稳定在 - 196℃以下）。

复苏操作：从液氮取出冻存管后，立即放入 37℃水浴快速解冻（60-90 秒内融化，避免 DMSO 长时间接触细胞产生毒性）；将细胞悬液缓慢加入 10 倍体积预热的培养基，轻轻混匀后离心（1000×g，5 分钟）去除 DMSO；用新鲜培养基重悬细胞，接种至培养瓶，放入培养箱培养。

复苏后观察：复苏 24 小时内细胞贴壁率约 60%-70%，可见少量未贴壁的死细胞（无需处理）；48 小时后更换一次培养基，去除死细胞与残留 DMSO，72 小时后细胞可恢复正常增殖与形态。

三、主要研究应用场景

（一）肿瘤模型构建

P815 细胞是构建小鼠肥大细胞瘤模型的常用工具，可根据研究需求构建不同类型模型：

皮下移植模型（操作简便，适用于药物筛选）：

细胞准备：将对数生长期的 P815 细胞消化为单细胞悬液，用 PBS 调整浓度为 5×10⁶ cells/mL；

接种操作：取 6-8 周龄 DBA/2 小鼠（同源背景，避免免疫排斥）或裸鼠（免疫缺陷，适用于观察肿瘤生长不受免疫影响的情况），在背部皮下注射 0.2mL 细胞悬液（含 1×10⁶个细胞）；

模型监测：接种后每隔 3 天用游标卡尺测量肿瘤体积（体积 = 长 × 宽 ²/2），绘制生长曲线，通常接种后 10-14 天肿瘤体积达 1-2cm³，可进行药物处理或机制研究。

腹腔腹水模型（适用于获取大量肿瘤细胞或研究腹水微环境）：

细胞准备：细胞浓度调整为 1×10⁷ cells/mL；

接种操作：小鼠腹腔注射 0.5mL 细胞悬液（含 5×10⁶个细胞）；

模型特征：接种后 7-10 天小鼠腹腔出现明显腹水，可通过腹腔穿刺收集腹水，离心后获得大量 P815 细胞（纯度达 90% 以上），用于后续实验。

肺转移模型（研究肿瘤转移机制）：

细胞准备：细胞浓度调整为 2×10⁶ cells/mL；

接种操作：小鼠尾静脉注射 0.2mL 细胞悬液（含 4×10⁵个细胞）；

模型验证：接种后 2-3 周，解剖小鼠观察肺内转移灶（呈白色结节状），通过 HE 染色计数转移灶数量，评估肿瘤转移能力。

（二）免疫机制与细胞毒性研究

依托明确的免疫原性，P815 细胞广泛用于免疫应答与细胞毒性实验：

细胞毒性 T 淋巴细胞（CTL）活性检测：用 P815 细胞免疫 DBA/2 小鼠，获取脾脏 T 细胞，与放射性标记（如⁵¹Cr）或荧光标记的 P815 细胞共培养，通过检测靶细胞释放的放射性或荧光信号，计算 CTL 的杀伤效率，研究 T 细胞介导的抗肿瘤免疫机制；

自然杀伤（NK）细胞活性评估：将小鼠脾脏 NK 细胞与 P815 细胞共培养（P815 细胞对 NK 细胞敏感），通过 MTT 法或 LDH 释放法检测 NK 细胞对靶细胞的杀伤率，评估免疫调节剂（如 IL-2）对 NK 细胞活性的影响；

肿瘤免疫逃逸研究：通过基因编辑技术（如 CRISPR/Cas9）敲除 P815 细胞的 MHCⅠ 类分子或 PD-L1 基因，观察其对 T 细胞杀伤的敏感性变化，研究肿瘤细胞通过下调免疫分子实现免疫逃逸的机制。

（三）抗肿瘤药物筛选与评估

P815 模型是抗肿瘤药物体外与体内筛选的重要平台：

体外药物筛选：将不同浓度的候选药物（如靶向药物、中药提取物）与 P815 细胞共培养，通过 MTT 法、CCK-8 法检测细胞增殖抑制率，计算 IC₅₀值，初步筛选具有抗肿瘤活性的药物；

体内药物评估：在 P815 皮下移植瘤模型中，将候选药物通过腹腔注射、口服或瘤内注射方式给予荷瘤小鼠，设置对照组（生理盐水或溶剂），通过对比肿瘤体积变化、小鼠存活时间及体重变化，评估药物的体内抗肿瘤效果与毒性；

免疫相关治疗验证：在荷瘤小鼠模型中，注射 PD-1/PD-L1 抗体、CAR-T 细胞等制剂，通过检测肿瘤组织中免疫细胞浸润（如 CD8⁺T 细胞、巨噬细胞）、细胞因子（如 IFN-γ、IL-2）分泌变化，评估相关治疗的疗效与作用机制。

（四）肥大细胞功能研究

因保留肥大细胞特性，P815 细胞可用于肥大细胞活化与相关疾病机制研究：

肥大细胞脱颗粒检测：用钙离子载体（如离子霉素）、IgE 抗体等刺激 P815 细胞，通过甲苯胺蓝染色观察胞质颗粒释放情况，或通过 ELISA 检测上清液中组胺、danan白酶的含量，研究肥大细胞活化的信号通路（如 PLC-γ、PKC 通路）；

过敏反应机制研究：将 P815 细胞与过敏介质（如组胺、白三烯）共培养，观察其对血管内皮细胞通透性的影响，或构建小鼠过敏模型，研究 P815 细胞在过敏性炎症中的作用，为抗过敏药物研发提供依据。

四、实验应用注意事项

细胞贴壁与消化控制：P815 细胞贴壁能力较强，但过度消化会损伤细胞膜 —— 消化时需严格控制时间（2-3 分钟），避免消化液长时间作用；若细胞难以脱落，可轻轻拍打培养瓶侧壁，切勿延长消化时间或增加消化液浓度；传代后 24 小时内避免频繁移动培养瓶，确保细胞稳定贴壁。

模型背景与免疫状态：构建体内模型时，优先选择同源 DBA/2 小鼠（H-2d 基因型），避免因 MHC 不合引发的移植排斥；若使用免疫缺陷小鼠（如裸鼠、NOD/SCID 小鼠），需注意环境无菌（SPF 级条件），避免小鼠因免疫缺陷感染病原体；开展免疫相关实验时，小鼠年龄需一致（6-8 周龄），确保免疫功能稳定。